是蛋白質(zhì)電泳和蛋白質(zhì)印跡的組成部分。大多數(shù)SDS-PAGE凝膠、電泳緩沖液和印跡緩沖液都用Tris緩沖。

Tris緩沖液在蛋白質(zhì)電泳中的應(yīng)用

大多數(shù)SDS凝膠使用不連續(xù)的Tris緩沖系統(tǒng)。濃縮凝膠具有大孔，因此較大的肽可以輕松遷移通過，通常在pH6.7–6.8下配制。在此pH值下，離子化的氯離子會迅速遷移，從而提高它們后面的pH值并產(chǎn)生一個具有低電導(dǎo)率區(qū)域的電壓梯度，這會導(dǎo)致甘氨酸（來自運行緩沖液）電離并遷移到氯離子前沿后面。樣品中的大多數(shù)肽由于結(jié)合了SDS而帶負(fù)電荷，在氯化物和甘氨酸之間遷移，形成窄帶，從而“堆積”。一旦堆棧到達(dá)分離凝膠，其處于較高的pH值（通常為pH值8.7-8.8），甘氨酸的電離增加會使其加速并超過肽段。此外，較小孔徑的分離膠開始產(chǎn)生篩分效果，導(dǎo)致肽段按大小分離。

大多數(shù)蛋白質(zhì)印跡實驗方案使用低離子強(qiáng)度的Tris緩沖液進(jìn)行蛋白質(zhì)轉(zhuǎn)移。轉(zhuǎn)移時間取決于印跡裝置的類型和感興趣的肽大小范圍。

Tris緩沖液在核酸瓊脂糖電泳中的應(yīng)用

Tris緩沖液廣泛用于DNA瓊脂糖電泳。兩種主要緩沖液是TBE（Tris硼酸鹽/EDTA）和TAE（Tris醋酸鹽/EDTA）。盡管不同形式的DNA的分辨率及其在電泳過程中的遷移率存在一些差異，但這些Tris緩沖液通常可以互換使用。TBE中的硼酸鹽離子會抑制許多酶，因此如果在電泳后不進(jìn)行某種類型的DNA純化，一些酶介導(dǎo)的下游操作可能不起作用。因此，在大多數(shù)DNA實驗室中，TAE緩沖液在日常使用中受到青睞。

制作Tris緩沖液

Tris緩沖液是大多數(shù)生物系統(tǒng)的不錯選擇，因為它在25°C時的pKa值約為8.1，使其成為pH7-9范圍內(nèi)的有效緩沖液。該pH值范圍適用于大多數(shù)生物過程。Tris粉末也比更專業(yè)的緩沖液（如HEPES）更便宜且更耐用。

有兩種方法可以制備Tris緩沖溶液。一種是制備所需濃度的Tris堿和，然后將一種溶液（通常為Tris-HCl）的等分試樣添加到另一種（通常為Tris堿）溶液中，同時監(jiān)測pH值直至獲得正確的pH值。在實踐中，很少這樣做。

制作大多數(shù)常用Tris緩沖液的常用方法是僅從Tris堿基開始。將適量的Tris粉末溶于水中，用HCl調(diào)節(jié)pH值，然后將緩沖液配制成所需體積。假設(shè)在調(diào)節(jié)pH值時沒有過沖，該方法不會改變離子強(qiáng)度。但是，在過沖并用NaOH重新調(diào)整后，或使用Tris-HCl并用NaOH調(diào)整pH值后，離子強(qiáng)度會發(fā)生變化。根據(jù)Tris緩沖區(qū)的預(yù)期用途，此類更改可能重要也可能不重要。

制作Tris緩沖液時，在調(diào)節(jié)pH值時使用與Tris兼容的電極很重要。當(dāng)與Tris緩沖液一起使用時，單結(jié)Ag/AgCl電極會表現(xiàn)出不穩(wěn)定性，因為銀會逐漸沉淀并堵塞電極。使用雙結(jié)或甘汞參比電極可確保在Tris緩沖液中進(jìn)行準(zhǔn)確的pH測量。